DIFFÉRENCIATION CELLULAIRE - Cytodifférenciation végétale

DIFFÉRENCIATION CELLULAIRE - Cytodifférenciation végétale

Chez les végétaux supérieurs (Cormophytes), dans le jeune embryon issu de l’œuf, les cellules ont une organisation voisine et toutes se divisent. Progressivement, les cloisonnements se restreignent à certaines cellules, les cellules méristématiques. Ces cellules gardent des caractères embryonnaires et constituent des foyers de prolifération active et coordonnée ou méristèmes ^{[cf. MÉRISTÈMES]}. Le fonctionnement des méristèmes se maintient pendant toute la vie de la plante, lui conférant une sorte d’embryogenèse indéfinie. Les méristèmes primaires sont situés à l’extrémité des tiges et des racines où ils constituent les méristèmes apicaux. Par leur activité, ils initient la structure primaire de la plante et sont responsables de sa croissance en longueur. Ultérieurement, des méristèmes secondaires, ou zones génératrices, peuvent entrer en action et être à l’origine d’une nouvelle croissance (croissance en épaisseur) surtout importante chez les végétaux arborescents et ligneux. Les populations cellulaires engendrées par les méristèmes subissent des orientations divergentes et progressives. On appelle détermination le processus par lequel les cellules sont orientées dans une séquence d’événements nouveaux au bout de laquelle elles acquièrent une spécialisation particulière. On qualifie de «point de détermination» la période transitoire d’orientation cellulaire. Puis elles acquièrent des différences structurales et fonctionnelles durables: elles se différencient (fig. 1).

Cette différenciation cellulaire, ou cytodifférenciation , correspond à une division du travail physiologique . Elle est inhérente à la construction d’un organisme pluricellulaire intégré. On la vpit s’installer et se préciser progressivement au cours de l’évolution. Absente ou peu marquée dans les groupes primitifs (cas de certaines algues dont les individus sont des groupements lâches de cellules identiques dites «colonies isocellulaires»), elle se développe comme une conséquence directe du mode de vie communautaire et collectif des cellules. Sous le régime de l’association, deux processus essentiels sont liés aux manifestations de la cytodifférenciation: a ) l’établissement de phénomènes de polarité qui se manifestent de multiples façons – mitoses orientées, ségrégation des organites, gradients intercellulaires, axe de croissance , etc.; b ) la mise en jeu d’une hiérarchisation intercellulaire , avec développement de corrélations soit stimulatrices, soit inhibitrices de l’expression des caractères différentiels (par exemple phénomène de dominance apicale). Toute perturbation de l’environnement cellulaire qui provoque un changement des corrélations peut aboutir à une levée des stimulations et des inhibitions locales et induire un changement de programme de différenciation; la cellule différenciée dans une direction acquiert alors de nouveaux caractères structuraux et fonctionnels (phénomène de reprogrammation ou transdifférenciation) ou même régresse vers un état indifférencié (dédifférenciation ). Cela indique que l’état de différenciation d’une cellule adulte n’est pas définitivement acquis. Il reste largement le résultat d’un équilibre dynamique plus ou moins stable, ce qui conduira à s’interroger sur les facteurs qui influencent la différenciation et sur l’évolution des potentialités cellulaires.

1. Critères de différenciation

La différenciation peut être abordée à plusieurs degrés d’organisation: populations cellulaires (tissus groupés en organes), cellule, compartiments sub-cellulaires et organites (par exemple évolution d’un proplaste et chloroplaste), niveau moléculaire (élaboration d’un équipement protéique et enzymatique spécifique). Les caractères d’un degré ne faisant que traduire la différenciation de l’échelon sous-jacent, l’analyse du processus de cytodifférenciation aboutit nécessairement à la recherche des bases moléculaires responsables des structurations et des fonctions acquises.

La différenciation a pour résultat une séparation dans le temps et dans l’espace d’activités physiologiques données . Ces fonctions définissent les principaux tissus végétaux ( tissus): tissus protecteurs, tissus conducteurs, tissus de soutien, tissus sécréteurs et parenchymes. La possibilité pour la cellule d’assurer une fonction particulière, de se spécialiser, résulte de modifications de certains de ses organites. Chez les plantes, ce sont précisément les trois organites caractéristiques de ce règne qui sont mis à contribution le plus largement: a ) les plastes (différenciation des chloroplastes dans les parenchymes photosynthétiques, des amyloplastes dans les tissus de réserves); b ) les parois (fibres de soutien, assises protectrices – épidermes, liège – éléments conducteurs – vaisseaux, trachéides); c ) les vacuoles (cellules sécrétrices).

Les programmes de différenciation vont plus ou moins loin dans l’altération des caractères initiaux, c’est-à-dire ceux des cellules embryonnaires ou méristématiques. Dans certains cas, ils se limitent à la mise en action d’une voie biochimique particulière qui se traduit par l’élaboration de composés, dits «métabolites secondaires» absents dans les cellules voisines. C’est le cas, par exemple, des cellules à tanins de la tige d’églantier (fig. 2). Les tanins sont des substances phénoliques hydrosolubles déversées ici dans les vacuoles. Les cellules qui ont ce pouvoir de synthèse constituent de petits massifs qualifiés de groupes cellulaires isogéniques, car constitués d’éléments semblables et exprimant les mêmes caractères. Ils sont dispersés dans l’organe, c’est-à-dire répartis parmi d’autres cellules qui n’effectuent pas la synthèse de tanins. D’autres voies de différenciation sont remarquables par la multiplicité des transformations qu’ils impliquent. Certaines comportent des restructurations mais aussi des destructions complètes de territoires protoplasmiques essentiels (dégénérescence du noyau lors de la formation des cellules criblées), voire à la résorption complète du contenu de la cellule, celle-ci ne devenant fonctionnelle qu’après sa mort (cas des trachéides et des vaisseaux). La cellule jeune qui se transforme en trachéide met en place une armature pariétale – il s’agit d’un renforcement d’aspect annelé ou spiralé s’imprègnant d’une substance polyphénolique résistante, la lignine. La progression de cette différenciation dans les nervures d’une feuille peut être suivie au microscope (fig. 3).

Au niveau moléculaire, deux cellules sont différenciées quand elles élaborent des protéines (protéines de structure, enzymes) différentes. En première approximation, les diverses voies suivies apparaissent comme la mise en jeu de programmes jalonnés d’étapes où les cellules reçoivent des signaux qui orientent leur comportement. Cette incitation implique une transcription différentielle du stock génétique avec, finalement, l’apparition de protéines spécifiques. Chaque cellule comporte dans son noyau beaucoup plus d’informations que ce qui est requis pour l’exécution du programme de différenciation dans lequel elle est engagée. La plus grande part du génome est donc inactive et on admet que seulement environ 20 p. 100 des gènes sont alors effectivement transcrits en ARN. Ainsi, au départ de tout processus de cytodifférenciation se trouve un filtrage de l’information contenue dans l’ADN nucléaire. La mise en activité d’un assortiment de gènes spécifiques va provoquer une cascade de transformations structurales à la suite desquelles la cellule aura acquis des propriétés fonctionnelles propres. L’aspect génétique étant considéré par ailleurs (cf. PROGRAMMATION GÉNÉTIQUE, GÉNIE GÉNÉTIQUE), l’accent sera mis ici sur les modifications cytologiques propres aux végétaux.

2. Sortie de l’état méristématique

Les cellules méristématiques présentent une organisation caractéristique. Les cellules méristématiques primaires (fig. 4 a) sont petites, sensiblement isodiamétriques avec un rapport nucléo-plasmique très élevé ^{[cf. CELLULE]}. Le cytoplasme y est très dense et riche en ribosomes. Les organites tels que les mitochondries et les proplastes y sont peu structurés. Les parois sont fines, de type pecto-cellulosique et traversées par de très nombreux plasmodesmes. Il n’y a pas de méats intercellulaires gazeux et les cellules sont étroitement engrenées. En proliférant, ces cellules construisent les organes (racine, tige, feuille, fleur) dans lesquels se mettent en place les tissus qui sont des populations cellulaires modifiées assurant des fonctions spécifiques. Leurs potentialités sont donc très vastes puisqu’elles sont à l’origine de l’ensemble des unités successives de l’organisme: on dit qu’elles sont organogènes.

Les cellules méristématiques secondaires ou cellules cambiales sont vacuolisées et prolifèrent de façon orientée en donnant les tissus secondaires, tels que bois, liber, liège, phellogène (cf. PLANTES, BOIS). Les potentialités de ces cellules sont plus limitées: elles sont uniquement histogènes.

Les cellules méristématiques décrivent un cycle de divisions au cours duquel elles doublent leurs matériaux et entrent en mitoses. La période de synthèse de l’ADN au cours de ce cycle s’appelle conventionnellement la phase S, précédée par la phase de présynthèse G¹ et suivie par la phase de postsynthèse G². Lorsque les cellules s’engagent dans la voie de la différenciation, elles sortent de ce cycle et, en se transformant, entrent dans une phase qui n’est plus orientée vers la réplication. Ce blocage se produit, suivant les cas, en G¹ ou en G²; pour caractériser l’état nucléaire dont les propriétés sont encore mal connues et discutées, certains auteurs parlent de période G⁰ ou A.

L’évolution typique diploïde correspond à des cellules qui ont bloqué leur cycle nucléaire en période G¹, dans laquelle existe un taux basal d’ADN désigné par 2 C. Il arrive que l’évolution se fasse en période G²: ces cellules qui renferment un taux d’ADN 4 C sont tétraploïdes. Des synthèses d’ADN continuent à se produire dans certains noyaux qui ne se divisent plus. Il peut s’agir d’une réplication complète: c’est le phénomène d’endopolyploïdie, et les cellules renferment dans ce cas un taux d’ADN de 8 C, 16 C, parfois davantage. La signification de cette réplication pendant la différenciation reste discutée. Pour certains auteurs, elle serait déterminante pour orienter la cellule dans une voie de différenciation, et notamment au déclenchement de la croissance cellulaire. Ainsi l’assise de cellules qui recouvre l’apex des racines, ou protoderme, est d’abord homogène et toutes ses cellules sont diploïdes. La mesure du taux d’ADN montre deux comportements dans les noyaux de cette assise: certains restent diploïdes, d’autres répliquent plusieurs fois leur ADN. Les noyaux diploïdes correspondent aux cellules de revêtement banales de la racine ; les cellules à noyaux polyploïdes subiront une croissance apicale considérable et se transformeront en poils absorbants. Dans ce cas, l’acquisition d’un équipement diploïde ou polyploïde précède deux types de différenciation. Le nombre de cellules polyploïdes dans les organes végétaux adultes est souvent élevé mais les relations de causalité directe existant entre état polyploïde et cytodifférenciation restent controversées.

Pendant la période de structuration et de morphogenèse cellulaires, le noyau doit pourvoir le cytoplasme en ARN de façon considérable. Le phénomène d’amplification de gènes permet de satisfaire cette demande. Bien étudié chez les animaux, il paraît également intervenir chez les plantes. Ainsi la mesure précise du taux d’ADN des noyaux destinés à évoluer en cellules épidermiques ou en trachéides montre que le génome n’est pas reproduit dans sa totalité comme dans la polyploïdie, mais qu’une certaine proportion augmente significativement et s’ajoute à la valeur 2C ou 4C. Cette fraction pourrait correspondre à la répétition de gènes particulièrement actifs dans ces cellules et spécialement à ceux codant pour les ARN ribosomiens. Des expériences d’hybridation entre l’ADN et l’ARN radioactif ont montré par exemple que les futurs vaisseaux de racine d’ail contiennent environ six fois plus de r-DNA (c’est-à-dire de «DNA ribosomien» gènes codant pour les ARN ribosomiens).

Bien que le rapport noyau/volume cellulaire décroisse, la taille et la forme du noyau ne restent pas stables. Habituellement, outre une décondensation de la chromatine, les contours de l’enveloppe nucléaire deviennent lobés et les surfaces d’échanges avec le cytoplasme augmentent fortement. Le volume nucléolaire reste important et la demande en ARN paraît continue, car l’arrêt de la transcription par des inhibiteurs spécifiques arrête de façon quasi simultanée l’accroissement cellulaire.

Dans le cytoplasme, un compartiment subit précocement des modifications spectaculaires: il s’agit de l’appareil vacuolaire. Dans les cellules méristématiques primaires, ce dernier est très réduit, voire indiscernable, et la vacuolisation est une des premières manifestations de l’entrée en différenciation. En microscopie électronique à transmission, l’évolution morphologique du compartiment vacuolaire est difficile à suivre. En effet, aux stades les plus jeunes, il peut être confondu avec d’autres structures, en particulier avec le réticulum endoplasmique lisse et les vésicules golgiennes. Par ailleurs, l’observation en coupes ultrafines ne permet pas de reconstituer facilement l’architecture spatiale de ce système réticulé. C’est le microscope électronique à haut voltage qui, en permettant l’observation de tranches épaisses de cellules, a rendu possible l’étude tridimensionnelle de l’évolution de l’appareil vacuolaire sélectivement contrasté (fig. 4 b). Il apparaît initialement sous forme de longs tubes ayant de 50 à 100 nm de diamètre. Ces tubes flexueux et enchevêtrés se renflent par places en donnant des chapelets de vésicules ovoïdes qui se dispersent dans le cytoplasme. En grossissant, elles produisent de volumineuses enclaves limitées par une membrane simple, le tonoplaste, et finissent par occuper tout le centre de la cavité cellulaire. Les méthodes cytochimiques et biochimiques ont montré que l’appareil vacuolaire jeune était riche en enzymes lytiques. En particulier lorsque les échantillons sont incubés dans un milieu contenant un substrat phosphaté (le glycérophosphate de sodium, par exemple), en présence de sels de plomb solubles (nitrate) les jeunes vacuoles se remplissent d’un précipité de phosphate de plomb opaque aux électrons. Ce précipité, qui résulte de l’activité de phosphatases, est détectable au niveau ultrastructural (fig. 4 c). Tout un arsenal d’enzymes lytiques puissantes (phosphatases, protéases, RNases, glucanases, etc.) a été trouvé dans le compartiment vacuolaire. Cet équipement suggère que le jeune vacuome des plantes est un système intracellulaire digestif. Des processus d’autophagie remarquables ont été mis en évidence au moment de la formation et de l’extension des vacuoles au sortir de l’état méristématique. Ainsi, au microscope électronique, des portions de cytoplasme apparaissent séquestrées à l’intérieur de systèmes membranaires dans lesquels une activité hydrolasique peut être mise en évidence cytochimiquement (fig. 4 d). Tout se passe comme si des enzymes digestives étaient transférées des structures membranaires aux territoires séquestrés. Dans les enclaves digérées, se trouvent non seulement des portions de hyaloplasme, mais aussi des saccules de réticulum, des mitochondries, etc., qui montrent des signes évidents de dégénérescence. Le contenu des poches de séquestration est digéré et il n’en subsistera qu’une fine trame fibrillaire persistant dans les vacuoles adultes. L’activité autophagique manifestée par les jeunes vacuoles des cellules végétales conduit à les rapprocher des lysosomes et du système lysosomal des cellules animales. À la période autophagique intense succède une phase pendant laquelle les vacuoles augmentent fortement de volume. Elles constituent alors de vastes enclaves hydrophiles qui placent l’organisme végétal dans des conditions de pression, de rigidité et d’équilibre hydrique très particulières. Les substances qui constituent le suc vacuolaire peuvent être soit puisées dans le milieu extérieur, soit élaborées par le protoplasme et accumulées transitoirement à l’état de réserves, soit enfin rejetées comme des déchets du métabolisme et de l’autophagie. Les vacuoles apparaissent ainsi à la fois comme un site de réserves et d’épuration de la matière vivante. Elles interviennent aussi comme voie de transport intracellulaire. Les produits présents en solution sont très variés. Il s’agit de sucres (glucoses, saccharose, inuline), de sels et d’ions minéraux (anions: nitrates, sulfates, chlorures; cations: principalement K⁺ et Na⁺); d’acides organiques (malique, fumarique, oxalique) auxquels s’ajoutent des protéines qui forment le substrat colloïdal, des enzymes (invertase, phosphatases...), éventuellement des alcaloïdes, des tanins, des pigments aromatiques (anthocyanes, flavones), des mucilages, etc. L’ensemble de ces composés attire les molécules d’eau par osmose et place la cellule en état de turgescence, nécessaire au maintien du port érigé des organes jeunes (encore dépourvus de tissus lignifiés) et nécessaire au déroulement de la croissance (cf. chap. 4).

La cellule entretient un flux de membranes souvent très intense, dont l’origine est le réticulum endoplasmique granulaire (élaboration et concentration d’enzymes). Les migrations se font au moyen de vésicules qui migrent dans le cytoplasme et déversent leur contenu dans un autre compartiment membranaire, par exemple l’appareil de Golgi. Celui-ci manifeste des signes d’activité intense, mais souvent momentanée: au cours de la différenciation, la cellule passe par des «phases golgiennes» dans lesquelles les dictyosomes se multiplient et élaborent une profusion de vésicules où se concentrent des produits élaborés variés, des polysaccharides notamment. L’aboutissement de ce processus sécrétoire est soit le cytoplasme et les vacuoles – sécrétion endocytaire – , soit la surface cellulaire – sécrétion exocytaire (fig. 1 et 8). On conçoit que ces déplacements multiples et orientés requièrent des aiguillages précis et des processus de reconnaissance membranaires, dont les mécanismes ne sont que partiellement élucidés. Les membranes, bien que présentant une organisation d’ensemble assez constante (bicouche lipidique traversée par des protéines), possèdent des constituants spécifiques, des lectines, par exemple, qui pourraient intervenir comme autant de signaux permettant leur identification et leur reconnaissance. Un certain nombre de tests cytochimiques montrent qu’effectivement les populations membranaires se transforment et, d’une certaine façon, se différencient. Ainsi l’acide phosphotungstique utilisé à bas pH contraste électivement le plasmalemme de nombreuses cellules végétales. Au cours de la sécrétion exocytaire, le test montre (fig. 5) que les vésicules golgiennes ont des membranes très peu réactives. Pendant leur migration dans le cytoplasme, les membranes se restructurent et deviennent progressivement analogues au plasmalemme avec lequel elles entrent alors en contact et fusionnent. Cela illustre très directement le fait que la «différenciation cellulaire» est la résultante d’un ensemble de différenciations locales coordonnées.

La même notion est concrétisée par la transformation des plastes qui révèle, en outre, l’importance particulière de l’environnement dans l’expression de la différenciation végétale. Ainsi, dans les points végétatifs éclairés, les proplastes se transforment dès la sortie de l’état méristématique. Ils augmentent fortement de taille, en élaborant un système étendu de membranes chlorophylliennes, les thylakoïdes: ils se transforment en chloroplastes. Ce développement est accompagné d’une synthèse massive d’enzymes intervenant dans la photosynthèse et la fixation du gaz carbonique (ribulose diphosphate carboxylase, par exemple) pratiquement absentes du méristème. La formation de ces enzymes peut être empêchée par des inhibiteurs de la transcription et, vraisemblablement, dépend d’une activation de gènes spécifiques. Le développement du chloroplaste est sous le contrôle à la fois de facteurs internes et de facteurs du milieu. L’existence d’un contrôle interne est montré par un développement plastidial propre à chaque tissu (plastes réduits dans l’épiderme, très structurés dans les parenchymes, amylifères dans les cellules criblées...) et par la synchronisation du développement des plastes (dans une cellule donnée, tous les plastes sont semblables et évoluent simultanément; leur état de développement est lié étroitement au stade de différenciation cellulaire). L’intervention des facteurs de l’environnement est surtout évidente dans le cas de la lumière. À l’obscurité, les proplastes évoluent en plastes non verts, les étioplastes. Ceux-ci construisent une masse membranaire appelée corps prolamellaire dépourvue des enzymes de photosynthèse indiquées ci-dessus. L’éclairement produit rapidement une dispersion du corps prolamellaire, qui se transforme en thylakoïde chlorophyllien, et la synthèse des enzymes manquantes. Le processus de différenciation met donc ici en jeu une photorégulation . D’une façon générale, la différenciation chez les plantes est ainsi plus modelable par l’environnement que chez les animaux. Dépourvu de moyens de locomotion et de capacité de fuite si les conditions de milieu changent, l’organisme végétal doit réagir sur place: c’est une «construction adaptée» et tout un ensemble de facteurs peuvent modifier la mise en place de sa structure définitive (vent, sécheresse, pesanteur...). Pour souligner cette propriété, on dit d’une manière imagée que la différenciation végétale résulte d’un «dialogue gènes-milieu» particulièrement sensible et intense.

3. Croissance et morphogenèse cellulaires

La différenciation cellulaire s’accompagne d’une augmentation de surface souvent très importante et orientée (fig. 6 a). Le phénomène résulte d’une croissance différentielle de la paroi. Celle-ci, qualifiée à ce stade de paroi primaire, est mince; elle est à la fois plastique, pour permettre l’extension, et résistante, pour assurer son rôle squelettique. La paroi établit au niveau de la lamelle moyenne une cohésion ferme entre les cellules. Elle empêche les migrations cellulaires et les processus de glissements de feuillets si caractéristiques de l’ontogenèse animale. Les formes des végétaux résultent essentiellement de l’établissement d’axes de croissance cellulaire. En d’autres termes, c’est l’accroissement polarisé, sur place, des cellules qui est le responsable de la morphogenèse de la plante.

Il suffit d’observer une coupe d’organe pour constater que chaque population cellulaire présente un type de croissance propre. Certaines cellules ont une croissance isodiamétrique, toute la surface augmentant de façon homogène (parenchyme médullaire, coiffe, cals); d’autres ont une croissance principalement diamétrale (vaisseaux et dérivés cambiaux) ou apicale (poils absorbants, tube pollinique, certaines fibres). Le plus souvent, il s’agit d’une élongation, c’est-à-dire d’une extension très anisotrope où seules certaines faces cellulaires augmentent de surface. En fait, il existe une diversité infinie de formes cellulaires qui témoignent de la capacité d’extensibilité très modulée des parois primaires.

La paroi primaire est très hydratée (plus de 90 p. 100 d’eau). Elle renferme une trame polysaccharidique comportant deux phases: la matrice, amorphe et continue, essentiellement de nature pectique et hémicellulosique, et la charpente fibrillaire, constituée surtout de cellulose. La cellulose forme de longues microfibrilles de 2 à 4 nanomètres de diamètre constituées de faisceaux parallèles de chaînes non ramifiées de glucose 廓 liés en 1-4. Ces chaînes de glucose sont unies entre elles par de nombreuses liaisons hydrogène établies entre les groupes hydroxyles que portent les maillons de glucose. Les études en diffraction – rayons X et diffraction électronique – montrent que ces chaînes sont groupées selon des agencements réguliers de type cristallin. L’ensemble est compact et évoque la structure d’un câble (structure polycaténaire). Il en résulte une résistance à la traction très élevée. La matrice de la paroi primaire renferme des polysaccharides neutres ou acides ramifiés (hémicelluloses et pectines). Elle libère à l’hydrolyse de nombreux oses et dérivés (glucose, galactose, rhamnose, mannose, xylose, arabinose, fucose, acides uroniques...). Tous ces matériaux forment des polymères à séquences complexes et spécifiques qui ont longtemps échappé à l’analyse. La mise au point de techniques nouvelles, et notamment la chromatographie en phase gazeuse associée à un fractionnement très précis par des enzymes glucanasiques purifiées, a permis dans les années 1970 d’entreprendre une étude détaillée des différents motifs associés à la matrice et de proposer une reconstitution des parois qui entourent les cellules en croissance (fig. 6 b). Il s’agit d’un vaste réseau moléculaire de polysaccharides associés à un polypeptide caractéristique, l’extensine, comportant une forte proportion d’un acide aminé inhabituel dans le protoplasme: l’hydroxyproline. Les différentes unités de structure sont unies entre elles par des liaisons de différentes forces (liaisons covalentes et liaisons hydrogène principalement). Les ions minéraux interviennent comme éléments stabilisateurs, en particulier les ions Ca⁺⁺ qui, par leurs doubles valences, sont susceptibles d’établir des ponts entre polysaccharides.

Au niveau ultrastructural, les observations cytochimiques récentes ont montré que l’agencement fibrillaire dans ces parois est très défini et ordonné. On avait en effet longtemps considéré que, pendant la croissance, les microfibrilles de cellulose étaient disposées de façon quelconque et que la paroi était une sorte de treillis étiré subissant l’extension de façon passive. On tend maintenant à considérer qu’au contraire la paroi primaire présente une ordonnance définie et propre à chaque type cellulaire. Schématiquement, elle est construite comme un contre-plaqué, c’est-à-dire formée de plans successifs dans lesquels l’orientation des microfibrilles et des chaînes polysaccharidiques change et se croise d’une strate à l’autre (fig. 7).

Pour qu’il y ait croissance, il est nécessaire que deux conditions soient satisfaites simultanément: un relâchement de la trame moléculaire de la paroi, c’est-à-dire un relâchement sélectif de certaines liaisons du réseau polysaccharidique; une tension qui provoque le glissement et l’écartement des unités du réseau. Il faut par ailleurs qu’une sécrétion de nouveaux matériaux intervienne de façon à empêcher un amincissement excessif des parois à la suite de leur accroissement en surface. L’augmentation de la plasticité des parois primaires résulte de l’action de différents régulateurs, en particulier d’une hormone, l’auxine, qui stimule fortement la croissance. La rupture localisée de la trame de paroi résulte de l’action d’enzymes glucanasiques diverses qui ont été mises en évidence dans la paroi elle-même.

Le relâchement moléculaire étant réalisé, l’extension devient possible. Elle ne se produit effectivement que si la paroi est sous tension. Celle-ci est entretenue en permanence par l’appareil vacuolaire (osmose, turgescence). Les pressions osmotiques vacuolaires des cellules en début de différenciation sont couramment de l’ordre de 5 à 20 atmosphères, ce qui soumet la paroi à des contraintes, ou tensions considérables (lorsqu’on digère la paroi par des enzymes, le cytoplasme ne peut résister à la pression interne et la cellule éclate immédiatement). L’orientation des tensions dépend de la forme cellulaire. Dans une cellule isodiamétrique, elles s’exercent également dans toutes les directions; dans une cellule cylindrique, par contre, la tension maximale est orientée transversalement et elle est environ deux fois plus élevée que celle orientée longitudinalement. Une forte turgescence est nécessaire à la croissance: les tensions qui s’exercent sur les parois sont considérées comme le «moteur» de l’extension, et la cellule dont le volume s’accroît rapidement doit fournir un travail très soutenu pour entretenir la concentration de ses vacuoles. En fait, dans les organes à différenciation linéaire (zone d’élongation des racines ou des entre-nœuds de tige), les mesures montrent que progressivement les tensions diminuent, et ce non-ajustement pourrait être un des moyens de la cellule pour moduler sa croissance, la ralentir ou l’arrêter.

Suivant que le relâchement de la trame de paroi affectera préférentiellement les strates transversales ou longitudinales, l’étirement provoqué par la tension interne sera diversement orienté: l’architecture ordonnée de la paroi primaire et son relâchement différentiel permettent un contrôle continu de la forme de croissance. Ainsi, les potentialités de croissance d’une cellule sont fixées pendant sa différenciation et dépendent directement de la façon dont sont sécrétées dans le temps et assemblées dans l’espace les unités de structure de sa paroi.

La paroi n’est pas pourvue de l’équipement enzymatique nécessaire à sa propre synthèse: celle-ci implique un apport de constituants élaborés venus du cytoplasme (sécrétions exocytaires). Ces sécrétions forment la majeure partie de la matrice. Les fibrilles de cellulose paraissent être élaborées directement en surface du cytoplasme par l’activité d’enzymes (glucane-synthétases) incorporées au plasmalemme. Les différents précurseurs qui viennent ainsi s’ajouter à la paroi s’agrègent en ensembles tridimensionnellement ordonnés. La construction des parois primaires témoigne d’une activité morphogénétique très définie de la cellule. Il semble que deux sortes de facteurs sont engagés dans le contrôle de l’assemblage ordonné des sécrétions: un contrôle s’effectuerait, d’une part, par l’intermédiaire du plasmalemme en coopération avec certaines structures cytoplasmiques, en particulier les microtubules et les microfilaments; des phénomènes d’auto-assemblages interviendraient, d’autre part, pour positionner les sécrétions.

En résumé, malgré la diversité et la multiplicité des étapes qui sont impliquées dans la croissance des cellules, les recherches actuelles font apparaître qu’elles s’intègrent dans un processus unitaire et homogène: celui du flux membranaire . Au cours de ce flux, deux voies spécialisées, apparemment divergentes, concourent à sa régulation: l’une, la voie exocytaire, est orientée vers l’extérieur du cytoplasme et permet l’accroissement de la surface (plasmalemme et paroi); l’autre, la voie endocytaire, est tournée vers l’intérieur et sert à l’entretien du système autolytique et vacuolaire (épuration et tension; fig. 8).

4. Spécialisation cellulaire

À la fin de la période d’accroissement, les cellules sont fortement vacuolisées et leurs plastes sont structurés. Le cytoplasme se restreint à une fine pellicule (souvent moins de 1 micron d’épaisseur) encore riche cependant en ribosomes et polysomes libres ou associés à de grandes nappes de réticulum endoplasmique. Le noyau présente de même de volumineux nucléoles. Souvent à ce stade, les dictyosomes sont nombreux et bourgeonnent quantité de vésicules de sécrétion (phase golgienne). L’ensemble témoigne d’une activité métabolique intense.

Certaines cellules ne dépassent pas ce stade de structuration. Ce sont les cellules parenchymateuses qui occupent la masse principale des organes herbacés. Leur spécialisation se situe au niveau des vacuoles (cf. les cellules à tanin vues au début, fig. 2) ou au niveau des plastes, chloroplastes dans les organes aériens éclairés; amyloplastes dans les organes souterrains; chromoplastes dans les fleurs et les fruits. Les parenchymes se caractérisent souvent par le développement d’un important système d’espaces intercellulaires creusés dans les parois: les méats. Les méats sont des cavités dont le volume peut dépasser celui des cellules elles-mêmes; ils ne sont pas isolés mais constituent un réseau qui se remplit de gaz et assurent les échanges impliqués par la respiration et la photosynthèse (oxygène, gaz carbonique, vapeur d’eau). Il s’agit d’une sorte de «système respiratoire» qui pénètre profondément dans la masse des organes et dans lequel les échanges se font par diffusion. Le réseau intercellulaire gazeux s’ouvre à l’extérieur au niveau des stomates et des lenticelles.

D’autres cellules poursuivent davantage leurs modifications. Au niveau de la population cellulaire en différenciation, deux possibilités existent. Dans le cas le plus simple, toutes les cellules évoluent de façon identique. Il en résulte un tissu homogène constitué par un seul type cellulaire. Le collenchyme par exemple, est un tissu de soutien formé par un faisceau de cellules semblables, les collocytes, qui sont mis en place de façon parallèle et quasi synchrone à partir d’initiales – les procollocytes – apparus très tôt dans le jeune organe. Dans le second cas, les cellules associées se différencient de façon divergente. La population devient plus complexe et conduit à un tissu hétérogène contenant des types de cellules étroitement engrenés mais aux caractères contrastés. Ainsi, les épidermes renferment des cellules de revêtement, des cellules stomatiques, des cellules tectrices, certaines protectrices, d’autres sécrétrices. Le phloème contient des cellules criblées conductrices, des cellules compagnes, des cellules parenchymateuses auxquelles s’ajoutent souvent des fibres de soutien, des cellules à cristaux, parfois des laticifères, etc.

La présence dans un tissu hétérogène de cellules aux caractères parenchymateux, voire méristématiques persistants, auprès de cellules profondément transformées pose le problème du mécanisme qui déclenche, entretient et contrôle ces transformations divergentes. À cet égard on doit noter que deux cellules à spécialisation différente dérivent souvent d’une même cellule initiale et soient, en fait, malgré leurs caractères cytologiques opposés, des cellules sœurs. À l’origine de leur évolution divergente se trouve en général un type de division particulier, une mitose inégale. Celle-ci produit un dérivé de grande taille et un autre beaucoup plus petit, et souvent d’aspect plus méristématique (fig. 9 a). Ces deux dérivés s’engagent alors dans un programme différent de remaniements structuraux. Lorsqu’on soumet des ébauches d’organes ou de tissus au stade où se produisent les mitoses inégales à une légère centrifugation, de façon à modifier la répartition des composants protoplasmiques, le devenir des cellules-filles est modifié. Sans que le déterminisme de l’évolution divergente soit actuellement élucidé, il paraît vraisemblable que la division sépare des compartiments dont les équipements biochimiques (enzymes? ARN?) sont distincts.

Dans les tissus animaux, la spécialisation est souvent acquise par l’élaboration et l’accumulation de protéines spécifiques (protéines contractiles des fibres musculaires, collagène des conjonctifs, par exemple). Chez les végétaux une accumulation de structures protéiques s’observe rarement. Elle se produit dans les cellules criblées du phloème sous forme d’une masse de tubules, les protéines-P (fig. 9 b). Ces protéines présentent des activités enzymatiques (ATPase) et contiennent des éléments contractiles proches de la myosine; elles semblent intervenir dans le transport de la sève élaborée.

Chez les végétaux, la spécialisation est souvent acquise par l’élaboration de parois cellulaires très caractéristiques. À tel point qu’on peut rappeler à ce propos qu’une méthode traditionnelle – encore largement utilisée, commode mais contestable – d’étude de la structure interne d’un organe consiste à pratiquer des «coupes anatomiques» vidées de leur contenu protoplasmique. L’examen des enveloppes pariétales qui seules subsistent permet d’identifier les types cellulaires.

Différenciations pariétales

Alors que les cellules jeunes ont une enveloppe mince et de composition glucidique assez constante – la paroi primaire – en fin de croissance, elles mettent en place de nouvelles strates cellulosiques denses et des composés particuliers qui constituent la paroi secondaire. Ces composés donnent des propriétés nouvelles aux cellules qui les synthétisent. L’élaboration de lignines, polyphénols incrustant certaines parois (cf. chap. 1, fig. 3), est l’exemple type de cytodifférenciation végétale.

Lignification

Les cellules en voie de lignification constituent le modèle expérimental le plus étudié, tant pour l’analyse des étapes biochimiques et structurales que pour l’examen des modalités de régulation du processus de différenciation in vitro .

Du point de vue évolutif, la lignification apparaît avec les Cormophytes, c’est-à-dire les plantes vasculaires. Elle a permis le renforcement des systèmes de soutien, les parois lignifiées jouant le rôle d’une sorte de squelette cellulaire capable de résister aux contraintes mécaniques externes. Elle a donc été déterminante pour l’acquisition du port érigé des organismes et pour leur adaptation – et leur réussite – en milieu terrestre. Ainsi, le port d’un arbre est rendu possible uniquement par la différenciation des parois lignifiées que renferme son bois (1/3 environ de la biomasse d’une forêt est constituée de lignine).

La lignification a donc une importance essentielle à la fois qualitative et quantitative. Typiquement, elle se produit dans deux types de tissus: le xylème et le sclérenchyme. Cependant, à la suite d’interventions particulières: traumatismes, attaques parasitaires, traitement par certains herbicides, elle peut apparaître dans des cellules qui ordinairement ne se lignifient pas. L’ensemble des cellules paraît donc potentiellement capable d’élaborer de la lignine, mais, dans les conditions habituelles, un nombre restreint exprime cette aptitude. Inversement, la lignification du sclérenchyme et du xylème peut être très ralentie par l’environnement. Ainsi les organes manquant de lumière et étiolés sont pauvres en lignine. On peut vérifier en conditions contrôlées qu’il existe une photorégulation de la lignification – la lumière étant stimulatrice de la synthèse – certaines enzymes (PAL, voir plus loin) catalysant la formation de précurseurs phénoliques. Par ailleurs, la sécheresse favorise la lignification; l’humidité la ralentit. On constate ici à nouveau l’intervention de facteurs internes et externes dans le contrôle de la différenciation cellulaire.

L’ensemble des étapes de formation des précurseurs et du polymère a été établi grâce à l’utilisation de traceurs radioactifs. La lignine est une macromolécule réticulée complexe qui résulte de l’association de différents monomères de type phénylpropane, par exemple l’alcool coniférylique (fig. 10). Pour qu’une cellule incruste ses parois de lignine, il est nécessaire qu’elle acquière un stock d’enzymes agissant séquentiellement, d’abord dans le cytoplasme, puis dans la paroi. D’abord une «enzyme clef» assure la jonction entre le métabolisme primaire et le métabolisme phénolique: c’est la phénylalanine amonialyase (PAL), qui catalyse la désamination d’un acide aminé cyclique du pool cellulaire, la phénylalanine. Il se forme de l’acide cinnamique, premier terme de la chaîne de biosynthèse des phénols. Puis, par une cascade de réactions portant sur le cycle (hydroxylation, méthylation), puis sur la chaîne carbonée (activation par une ligase, réduction de la fonction acide en fonction aldéhyde puis alcool), les monomères formés sont transférés vers la paroi. Leur association résulte d’une polymérisation oxydative qui fait intervenir des peroxydases spécifiques agissant au sein même de la paroi (fig. 11). Il a été montré que les cellules en lignification peuvent réaliser l’ensemble des réactions de la chaîne et sont donc relativement autonomes pour la biosynthèse.

Bien d’autres cas de transformations pariétales caractérisant une spécialisation cellulaire pourraient être cités. L’exemple du revêtement épidermique est également bien typique. Les cellules situées à la surface des organes aériens, en contact avec le milieu extérieur, se différencient en élaborant une strate pariétale particulière et continue, la cuticule. Celle-ci est de nature lipidique. Les constituants de base en sont des acides gras à longue chaîne carbonée (C¹⁶, C¹⁸) et hydroxylée. Grâce aux fonctions acides et hydroxyles qu’ils portent, des liaisons d’estérification s’établissent entre les chaînes carbonées (interestérification croisée). Il en résulte un réseau à trois dimensions résistant et hydrophobe, ce qui lui permet d’intervenir comme écran protecteur contre les agressions extérieures et l’évaporation et les pertes d’eau intérieures. En travaillant sur épiderme isolé auquel on fournit des précurseurs radioactifs, il a été montré que la cellule épidermique acquiert au cours de sa différenciation l’ensemble des enzymes nécessaires au déroulement des chaînes métaboliques qui aboutissent aux précurseurs puis au réseau cuticulaire (autonomie cellulaire). La succession des étapes de cette synthèse met en jeu, là aussi, plusieurs territoires successifs et un transfert des composés intermédiaires (compartimentation intracellulaire).

5. Dédifférenciation

La vie d’une cellule considérée isolément est jalonnée, comme l’organisme dont elle fait partie, par une suite d’événements qui la conduisent d’un état embryonnaire à un état adulte et fonctionnel. Celui-ci se maintient un temps variable suivant les cas et se termine par la sénescence et par la mort.

Au cours de la différenciation, la diversité des cellules qui sont mises en place atteste des multiples potentialités que contenait le zygote. Pour chaque catégorie cellulaire, seule une fraction de l’information génétique est utilisée. À ce niveau, la question se pose de savoir quels sont les facteurs qui interviennent dans la détermination et le maintien de l’état différencié. On peut se demander si l’entrée dans une voie de différenciation modifie ou altère l’information non exprimée et si les processus biochimiques et morphologiques qui caractérisent la différenciation sont irrévocables.

Reprogrammation cellulaire et totipotence

Les cellules dans les organes végétaux se différencient, comme il a été indiqué plus haut, là où l’ontogenèse les a situées (absence de migration), et la simple observation d’une préparation anatomique montre combien la disposition des tissus a un caractère fixé et constant pour une espèce donnée. Cela suggère que chaque cellule subit à la fois de ses voisines et du milieu des contraintes et des influences qui règlent en permanence son comportement. On peut facilement montrer que, lorsque des perturbations viennent modifier les corrélations intercellulaires, une cellule se trouvant dans un état différencié apparemment définitif peut en fait modifier ses structures et évoluer vers une nouvelle spécialisation. Si par microchirurgie un faisceau conducteur est détruit localement, la circulation des sèves est interrompue. Les cellules qui bordent la blessure se transforment alors: certaines acquièrent une paroi secondaire lignifiée comparable à celle des éléments du xylème, d’autres prennent des caractères de cellule criblée. La transformation s’effectue de proche en proche et en quelques jours (huit jours chez le Coleus, par exemple), une anastomose rejoint les deux parties interrompues, et la circulation est rétablie (fig. 12).

Si une blessure, par exemple une piqûre d’insecte, détruit une partie d’un organe, les cellules bordant le territoire qui se nécrose perdent en quelques heures les fonctions spécifiques qu’elles avaient acquises et les caractères structuraux correspondants. Elles reprennent leur activité mitotique et édifient une zone génératrice locale dans laquelle se différencient des cellules cicatricielles. C’est ainsi qu’après traumatisme superficiel on constate l’apparition de liège cicatriciel par remaniement de tissus déjà différenciés, même du collenchyme.

La dédifférenciation est un rajeunissement de la cellule au cours de laquelle elle perd en quelque sorte la mémoire de sa spécialisation antérieure. Les cellules qui, à la suite de rupture des interactions locales, retrouvent leur capacité de se diviser produisent des dérivées plus ou moins nombreuses. Celles-ci peuvent s’agencer en zones génératrices histogènes mais aussi aller jusqu’à s’organiser en méristèmes primaires néoformés. Ils sont à l’origine des organes adventifs, voire de plantes entières. C’est grâce à cette réversibilité état différencié 燎 état indifférencié que la multiplication végétative, naturelle ou provoquée (bouture, marcotte), se produit si fréquemment chez les végétaux.

De nombreuses cellules différenciées peuvent régresser leur structure et se dédifférencier. C’est le cas des cellules épidermiques, des cellules sécrétrices et même d’éléments aussi chargés en paraplasme que sont les cellules de collenchyme, les fibres du sclérenchyme ou les cellules à cristaux d’oxalate de calcium. La marche cytologique de la dédifférenciation présente des étapes assez constantes qui apparaissent comme une différenciation à rebours. Dans un premier temps, leur protoplasme perd les caractéristiques de leur différenciation initiale. Les réserves sont résorbées et les plastes régressent à l’état de plaste indifférencié. Au cours des divisions successives, les vacuoles se fragmentent et progressivement les cellules formées retrouvent des caractères de cellules embryonnaires.

Les cultures in vitro ont montré depuis longtemps que des fragments d’organes pouvaient régénérer des plantes entières. Des expériences plus récentes ont montré qu’une seule cellule transplantée, prélevée par exemple dans la moelle d’une tige de tabac, pouvait, en culture stérile, se diviser et reconstituer une plante complète. L’analyse a pu être menée plus loin puisque le protoplaste de diverses cellules a pu être sorti de la paroi et mis en culture. Le protoplaste régénère une paroi, se divise, donne un cal puis une plante entière. De telles expériences révèlent que les cellules devenues différenciées ont gardé intact l’ensemble de leurs potentialités héréditaires puisqu’elles peuvent régénérer un organisme complet. On dit qu’elles sont totipotentes ou multipotentes. Cette propriété est un autre caractère qui les oppose aux cellules animales différenciées qui, mises en culture, régressent leur structure mais ne régénèrent pas, habituellement un organisme complet.

Facteurs de régulation

Fondamentalement, la possibilité de reprogrammation et la totipotence prouvent sans ambiguité qu’il n’y a pas d’altération du matériel génétique pendant la différenciation mais bien mise en jeu de systèmes de répression – dérépression temporaires. Les lots de gènes silencieux gardent bien leur capacité de transcription et peuvent l’exprimer si les conditions changent.

Parmi les candidats au rôle de régulateurs majeurs figurent certaines hormones. De nombreuses expériences montrent qu’un traitement par ces substances engage les cellules dans des processus de différenciation définis. Ainsi, lorsque des épicotyles de pois sont traités par de l’auxine, il se produit une forte stimulation de la synthèse de cellulase et, de façon concomitante, une élévation de la teneur en m-ARN de la cellulase. Des analyses cinétiques conduisent à penser que l’auxine régule l’expression génétique à la fois au niveau de la transcription et de la traduction.

Des expériences effectuées sur le grain d’orge en germination ont également montré comment la gibberelline stimule la synthèse d’une autre enzyme, l’ 見-amylase, en déclenchant la synthèse de l’ARN messager correspondant. D’autres hormones ont un effet inhibiteur. Par exemple, de l’acide abscissique ajouté aux semences en présence de gibberelline bloque la traduction du messager de l’ 見-amylase.

Le déroulement de la différenciation apparaît comme le résultat de l’action d’une suite de signaux correlés, les uns positifs, les autres négatifs. Les cultures in vitro ont permis en outre ces dernières années d’analyser les aspects moléculaires de la cytodifférenciation. Il est possible de contrôler dans des cals de cellules indifférenciées la formation des tissus. Les proportions entre des hormones (auxine, gibberelline, éthylène) et des éléments nutritifs (teneurs en sucre et sels minéraux) se sont révélées être des facteurs de régulation déterminants. Ainsi, l’implantation d’auxine et de saccharose sur des cals de lilas ou de haricot a un effet positif sur la différenciation des tissus conducteurs. Le dispositif illustré sur la figure 13 met en évidence l’importance des concentrations relatives entre hormone et sucre. Dans les conditions bien définies pour une teneur en auxine constante, une faible concentration en sucre favorise la formation de xylème; l’augmentation de sa concentration conduit à la différenciation du phloème et, pour une proportion intermédiaire, les deux tissus apparaissent.

En accord avec les analyses biochimiques, de telles expériences suggèrent que, plutôt que des substances spécifiques de telle ou telle détermination histogénétique, l’orientation cellulaire dépend pour une grande part d’un état d’équilibre, d’une «balance», entre facteurs chimiques différents. Dans les conditions naturelles, il semble que la cytodifférenciation soit contrôlée de façon essentielle par le jeu subtil des gradients nutritifs et hormonaux.

Encyclopédie Universelle. 2012.